第一部分 总论

实验教学是整个教学过程中与理论教学不可分割、相辅相成的重要教学环节。生理学、病理生理学和药理学实验教学内容各有其特点，但也有相近、相似之处、为贯彻少而精原则，便于学生学习、避免学科间实验内容的重复，提高教学质量，我们将三门学科的基础理论知识和实验技能综合为一门《机能实验学》。本教材知识面宽、科学性强、内容新颖实用。全书共分六部分。第一部分总论，主要包括实验课要求、机能实验的基本知识和基本要求、常用仪器设备；第二部分为机能实验学基础性实验；第三部分为综合性实验；第四部分为探索性实验； 第五部分为病例讨论；第六部分为实验数据统计学处理。

第一章 　　机能实验的基础知识

第一节 机能实验的目的和要求

机能实验课的目的在于①通过实验课验证已知的基本理论，使所学基本知识和基本理论得到进一步巩固和提高；②通过实验课使学生能正确使用基本仪器，初步掌握常用仪器的操作方法；③使学生了解获得生理科学知识的科学方法，初步掌握动物实验设计能力；④通过实验课教学培养学生对科学工 作的严肃态度、严格要求、严密的工作方法和实事求是的工作作风，并逐步具备能客观地对一事物进行观察、比较、分析和综合、解决实际问题的能力。⑤提高学生的创造力，为今后临床实践和科学研究工作提供基本技能。为了达到上述目的，要求学生必须做到以下几点：

【实验前】

（一）仔细阅读实验指导，了解实验的目的、要求、方法和操作步骤。

（二）结合实验内容，复习有关理论和知识，做到充分理解，力求提高实验课的实验效果。

（三）预测该实验各个步骤应得的结果如何？并应用己知的有关理论知识于以解释。

（四）注意实验中可能发生的问题。

【实验时】

（一）认真听实验指导教师的讲解和示教操作。要特别注意教师所指出的实验过程注意事项。

（二）实验器材的放置力求整齐、稳当、有条不紊。

（三）严格按照实验指导的步骤进行操作，不可随意更动。不得擅自进行与实验内容无关的活动。在以人作为对象的实验项目，要恪守注意事项，注意人身安全。要注意保护实验动物和标本，节省器材子药品。

（四）要以严谨、实事求是的科学态度，仔细、耐心地观察实验过程中出现的现象，要随时记录出现反应的时间，反应的表现以及最后的转归，联系课堂讲授进行思考。

（五）在实验过程中若遇到疑难之处，先要自己设法予以排除。如一时解决不了，应立即向指导教师汇报情况，要求给予协助解决。对贵重仪器，在尚未熟悉其性能之前，不可轻易动用。

（六）实验小组成员在不同实验项目中，应轮流担任各项实验操作，力求每人的学习机会均等。在做哺乳类动物大实验时，组内成员要明确分工，相互配合，各尽其职，统一指挥。

【实验后】

（一）将实验用具整理就绪，所用器械擦洗干净。如有损坏、短少，应立即报告负责教师。

（二）仔细认真整理收集实验所得的记录和资料，对实验结果进行分析和讨论，并做出结论。

（三）认真撰写实验报告，按时送交指导教师评阅。

第二节 实验结果的处理

实验过程中需用科学方法将所观察到的结果变为可测量的指标，以便研究其变化规律。因此，实验中所得的结果需进行整理和分析。

在所得的实验结果中，凡属可以定量检测的资料，如高低、长短、快慢、轻重、多少等，均应以注定的单位和数值予以表达。

一般，凡有曲线记录的实验，应尽量用曲线记录实验结果。要求在所记录到的曲线上仔细标写清楚各项图注，包括实验题目、实验动物的种类、性别、体重，如有刺激（给药）记号，时间记号等，务使他人易于观察和辨识曲线的内在含义。对较长的曲线记录，可选取出现典型变化的曲线段落，剪下后加以粘贴。需要特别注意的是必须以绝对客观的态度来进行裁剪工作，不论预期内的结果或预期外的结果，均应留样。

有些实验的结果，为了便于比较、分析，可用表格或给图表示。做表格时，一般将观察项目列在表内左侧，由上而下逐项填写，而将实验中出现的变化或结果，按照时间顺序，由左至右，逐一填写。绘图时，应在纵坐标和横坐标上列出数字，标明单位。一般以纵坐标表示反应强度，横坐标表示时间或刺激条件（给药剂量），并在图的下注明实验条件。

需要进行统计分析的实验资料，应按卫生统计学中所规定的统计学方法进行处理。

第三节 实验报告写作要求

实验报告是综合评定实验课成绩的重要依据之一。每次实验后，应按照指导教师的要求写作实验报告，按时送交指导教师评阅。实验报告应认真写作，要注意文笔简练、条理清晰、观点明确、书写工整。实验报告一般包括下列内容：

（一）注明姓名、班次、组别、日期、室温等。　

（二）实验题目

（三）目的和原理

（四）实验对象如为动物，要写明实验动物的种类、性别、体重。

（五）实验器材

（六）实验步骤　可作简要描述。

（七）注意事项　如无特殊要求，不必写出。

（八）结果及分析　是实验报告中最重要的部分。应将实验过程中所观察到的现象忠实、正确、详细地记述。要根据记录填写实验报告。不可单凭记忆，否则容易发生错误或遗漏。详细要求见实验结果的处理项。要针对实验中所观察到的现象和结果，联系课堂讲授的理论知识临行分析和讨论，并指出此实验结果的意义。如果出现非预期的结果，应分析其可能原因。

第四节 实验室守则

（一）遵守学习纪律，准时到达实验室；实验时因故外出或早退时应向指导教师请假，经得同意后方能离开实验室。

（二）实验时应严肃认真，不得高声谈笑及进行任何与实验无关的活动，应保持实验环境的宁静。参加实验时应穿着实验工作服。

（三）参加实验者应先熟悉实验仪器和设备的性能及使用要点，而后动手使用。一旦发现仪器和设备故障或损坏，应立即向指导教师报告，以便能及时维修或更换，千万不可擅自拆修或调换。仪器和设备不慎损坏时，应及时向指导教师汇报情况，按章折价赔偿。

（四）各实验小组的实验仪器和器材各自保管使用，不得随意与他组调换挪用；如需补发增添时，应向指导教师申报理由，经同意后方能补领。每次实验后应清点实验器材用品。

（五）爱惜公共财物，注意节约器材，爱护实验动物，实验室内物品不得擅自带走。

（六）保持实验室的整洁卫生，不必要的物品不要带进实验室内。实验完毕后，应将实验器材、用品及实验桌凳收拾干净；实验动物尸体和废物应放到指定的地点，不得随地乱丢。实验室的清洁卫生工作应由各实验小组轮流负责打扫，以保证实验室环境的整洁卫生。

（林秀珍）

第二章 机能实验常用仪器

第一节 一般机能实验常用仪器

一、概述

生理现象只有在客观地记录后，才能进行观察和分析，从而正确地认识规律。机能实验常用的仪器，近年来有了很大的进步。早期的一些仪器（如记纹鼓）已基本不使用或淘汰。一些新的电子仪器成为机能实验研究的主要仪器。

二、生理记录仪 生理记录仪是生理学实验中常用的仪器，生理记录仪有两道、四道或多道。目前使用较多的是LMS-2B型生理记录仪。LMS-2B型生理记录仪配接换能器可测量记录脑电、心电、血压、呼吸、胃肠平滑肌、骨骼肌收缩等生物电信号和肌体组织的运动状态。也适用于病理生理学、药理学的教学和实验。

(一)前置放大器 LMS-2型记录仪有两路放大器。多功能放大器和血压放大器。均为一种高输入阻抗、低噪音的双端输入的差分放大器。各级放大器之间组成独立的各自具有深度负反馈的放大器，具有很高的稳定性。放大器面板及各旋钮功能如下。（面板见图1）

图1 前 置 放 大 器 面 板

1．灵敏度：用来改变放大器的放大倍数。

2．时间常数：用来改变仪器的低频特性。

3．滤波：用来改变仪器的高频特性。

4．调零：用来改变描记曲线在记录纸上的位置。

5．校对：用来对放大器的放大倍数进行校对。

（二）血压放大器 是专用于血压测量的放大器，其各旋钮的作用和多功能放大器相同。

（三）FG放大器 是一直流放大器，主要进行功率放大，它与记录笔配合实现信

号的描记。

（四）使用方法

1．仪器通电前的准备 将仪器的电源开关、两个后级（FG直流放大器）的通、断开关和前级的测量开关均置于关或断的位置，将前级灵敏度均置于最低档，按下控制纸速的停键，用导线将仪器可靠的接地。装好记录纸，加好墨水。

2．将换能器和仪器连接好并与实验标本连接好后，打开电源，放下抬笔架，使记录笔接触纸面。

3.将FG放大器开关置于通位置，旋转调零旋钮将记录笔调到记录纸中间。

4.将前置放大器的开关接通，选择适当的纸速，根据实验需要选择灵敏度、滤波、

时间常数等参数，使记录的曲线清晰。

（五）注意事项

1.仪器要注意接地以保证安全，在进行记录前一定要将放大器与换能器或将输入导线与实验对象相连，否则将会因为干扰信号使记录笔满幅振荡损坏记录笔。

2.仪器使用完毕，要及时清洗记录笔内的墨水，以免记录笔堵塞。

三、换能器 换能器是把实验中一些机械能或容量转换成电信号的装置，这样就可以把这个电信号送入各种仪器中进行记录处理。生理学中常用到的换能器主要有两种即张力换能器和压力换能器。

（一）张力换能器 可以把机械能变成电信号输出。原理是其内部有一个用敏感元件组成的平衡电桥（见图2），这个平衡电桥贴于一弹性悬臂两侧，当外力作用于悬臂时，使之发生位移，弹性悬臂两侧敏感元件电阻发生改变，使电桥失去平衡,有电流输出。把机械能转换成了电信号送出。使用张力换能器时，把标本与换能器的应变梁相连，使受力方向与应变梁运动方向一致，将换能器输出与记录仪相连，选择合适的放大倍数即可记录出实验曲线。

（二）压力换能器 其原理和张力换能器相似，它可以把压力的变化转变成电阻的变化，产生电信号输出。这种换能器主要用于测量血压的变化等。使用时换能器内要充满生理盐水，并排出气泡，使用完毕应将换能器清洗干净。

（三）注意事项 这两种换能器在使用时，要注意他们所能承受的张力、压力是有一定范围的，不应让换能器测量超过换能器测量范围的张力和压力，以免损坏换能器。在使用时，还要防止换能器内部进水，以防止换能器短路损坏。

四、电子刺激器 在医学实验中，给组织刺激有多种方法，如温度、机械、光、电等，电刺激它可以比较准确的掌握刺激强度，并且重复刺激不易引起组织损伤。因此被广泛采用。现介绍在机能实验中使用较多的YSD-4生理药理多用仪的使用方法。

（一）面板上各开关、旋钮的作用

1．A频率 刺激频率由1HZ开始按2n倍增加，最高1024HZ共分十一档。由A频率旋钮控制。

2．波宽 输出矩形波的波宽由0.2ms～20ms连续可调。

3．B时间 时间间隔最快档0.125S,最慢档60S，共分十档作为时间记号，由B时间旋钮控制，由电磁标Ⅰ输出时间标记。

4．刺激输出强度 输出电压分为0～2V、0～10V、0～100V三档。

5．延迟 刺激输出与同步输出之间有0.2ms～20ms的延迟，连续可调，在连续双次档时，改旋钮兼作两脉冲之间间隔的调节。

6．同步 在刺激输出的同时，还有一个脉冲通过同步插孔输出，可以触发示波器同步扫描。

7．刺激方式 刺激方式有五种选择。

（1）连续A 按启动按钮后有连续的刺激输出，输出的刺激波形由A频率、波宽、刺激强度决定。

（2）连续B 档主要用于作电惊厥实验，由后面板两芯插座输出可变交流电压，输出的次数由B时间控制。

（3）连续双次 输出一对一对的连续脉冲波，对与对之间的间隔由B时间控制。

（4）定时 按启动按钮后输出的脉冲波时间的长短由B时间控制。

（5）单次 每次刺激仅输出一个刺激脉冲。

(二)使用方法与注意事项

刺激器按要求连接好后要根据实验选择刺激参数，刺激的强度和波宽要由小到大，逐渐增加，以免刺激过强损伤组织。要注意刺激器的输出端不可相连否则会损坏仪器。

五、示波器 示波器是电生理学实验中最常用的仪器。用于记录各种电位的变化，其优点是它有较高的输入阻抗，频率响应好。示波器有长余辉，中余辉，短余辉，单线示波器，双线示波器等。在机能实验中以国产示波器SBR-1型双线中余辉示波器为多数教学单位所使用。示波器比较复杂，在使用前应先了解它的工作原理，基本结构，各旋钮的用途。掌握正确的调整和使用方法，才能用示波器进行图像显示和测量工作。

（一）示波器面板上各旋钮作用

1．上线、下线聚焦旋钮 用来调节荧光屏上图形的线条，使之聚焦成最细最清晰。

2．辉度旋钮 用来调节荧光屏上图形亮度的强弱。

3．标尺亮度 用来调节荧光屏前面坐标片上刻度线的亮度，以便于对显示的图形进行测量。

（二）垂直放大器（上下线相同）

1．灵敏度旋钮 用来观察被测信号的幅度选择不同的灵敏度档级。

2．输入选择旋钮 共分为六档。一边为AC（交流输入方式）又分为A、AB、B三档，另一边为DC（直流输入方式）也分为A、AB、B三档。

3.移位旋钮 用来调节图形在荧光屏上下方向上的位置。

4.直流平衡旋钮 用来调节放大器，使放大器在各灵敏度档级时放大器各点无直

流电位变动。

（三）时基、X轴部分

1．扫描速度旋钮 用来根据被观察信号的快慢不同调整扫描速度。

2．触发选择旋钮 用来选择不同的触发信号来源。

3．触发电平旋钮 在连续和自动位置时示波器为扫描状态，在连续与自动之间示波器是触发扫描状态。

4．移位旋钮 用来调节图形左右方向的位置。

5．X轴作用旋钮 X轴作用旋钮置于正常位置时为不扩展扫描状态，在扩展各档位置时，示波器扫描速度作相应的扩展。

（四）示波器使用和注意事项

1．电源打开前，示波器各主要旋钮应置下列位置。 辉度—中心位置、触发电平—自动、X轴作用—正常、灵敏度—20v/cm。

2． 打开电源冷却风扇应正常工作，调节辉度、上、下线移位，找到两条扫描线。

3． 让仪器预热30分钟，性能稳定后再进行实验测定。

4． 调整放大器的平衡，以便可以得到稳定的扫描图形。

5． 根据实验需要选择放大器的灵敏度和扫描速度以及触发条件。

6． 示波器的扫描光点不能长时间高亮度的停止在一个位置，否则会灼伤荧光屏。

7． 电源关闭后，不能立即再开启电源，要经过1—3分钟后进行。

8． 当使用探极测量时，测量结果应乘以探极的衰减倍数。

第二节 计算机在生理实验中的应用

在科学技术飞快发展的今天，科学仪器的数字化、智能化是仪器发展的趋势。在生命科学范围内，生理学是率先应用微机的学科之一。计算机技术在生理学中的应用，为人们对人体功能研究开辟了新的领域。在医学教育中使用计算机技术、采用微机化仪器、使用计算机辅助教学，极大的改善了研究方法。目前在国内已有许多单位在机能实验中采用微机化仪器，仪器的种类也较多，现对我们常用的二种生物信号分析系统作一介绍。

一、好友生物信号分析系统

（一）系统简介 好友生物信号分析系统是天津医科大学开发研制的计算机化实验仪器，它集生物信息采集、记录、分析为一体。由个人计算机、五个通道放大器，、刺激器以及相关课件组成。运行于Windows3.X以上的环境。实验所得结果可保存、打印。使用简单。

（二）系统特点

1．采用了虚拟面板技术,无控制旋钮,功能调节由软件控制,提高了可靠性,减少了仪器损耗、维修量.

2．五个通道放大器,实现多种生物信号采集.

3．刺激器输出由软件控制,刺激输出方式有多种,可根据实验要求进行设置.

4．相关的课件是在Windows环境下运行,充分发挥Windows的优越性。

5．实验课件按教学内容要求编写，符合实验要求，每个课件均有中文、英文帮助。

6．课件使用简单，与Windows操作要求一致采用下拉式菜单，易学易用。大多数操作使用鼠标即可完成。

7．软硬件均可根据教学的改变，进行扩充添加。

（三）系统的硬件组成

系统由一台586以上的计算机、生物信号采集卡、及一台生物信号处理仪组成。生物信号处理仪包括三路放大器、两路传感器以及一个程控刺激器。系统的硬件连接示意图（见图3）。

（四）系统软件及运行环境

系统软件是由生理学实验课件、药理学实验课件、病理生理学实验课件组成，每个课件为一个实验内容。实验内容均按实验教材编写。系统在Windows 3.X以上环境运行。

（五）系统的连接

系统的接插孔均采用通用标准件，生物信号处理仪用一棵37芯电缆同插在计算机中的生物信号采集卡相连。刺激输出、传感器输入、放大器输入插口分别使用四芯、五芯、七芯接插件。

（六）系统软件使用说明 系统课件包括生理学、药理学、病理生理学实验内容。采用下拉菜单、滚动条、开关按钮等界面，均使用鼠标操作。用鼠标双击目录.exe即可进入课件主界面，在主界面下选取目录下拉菜单，目录菜单有三个选择项目，生理学、药理学、病理生理学，选取相应学科即可弹出相应学科的实验目录，再选取要做的实验项目。系统课件是按照实验讲义编写的，每个课件跟据实验内容的要求，已将放大器、剌激器的一些参数设置好，实验时只需改变放大器的放大倍数、刺激器的输出强度，（使用鼠标控制按钮、滚动条）即可完成实验内容。另外每个课件均有文件、帮助选项。文件选项下又包括打开、存盘、退出选项。帮助选项下又包括中文、英文选项。实验时可随时用鼠标点击调用。

二、MPA-4型多导生物信号分析系统

（一）概述 MPA-4型多导生物信号分析系统是第二军医大学研制的一套计算机化实验仪器。它包括程控放大器、程控剌激器及一套计算机软件。这套仪器有四道信号采集功能，可以用于生理学实验、药理学实验、病理生理学实验。运行于DOS环境。

（二）系统硬件组成 系统由一台PC-386以上计算机、多功能程控生物信号放大器、生物信号采集器、接口卡及程控剌激器组成。（见图4）

（三）系统使用方法

按要求连接好硬件系统，安装好软件。（在硬盘建立MPA子目录，把系统提供软盘的文件拷入该目录下）运行EXP.EXE，（药理学实验运行PHARMA.exe,病理生理学实验运行PHYSIO.EXE）进入MPA4系统主菜单（见图5），A，B为两道压力放大器，C，D为两道多功能放大器。主菜单最上面为功能选择栏，分为采集、放大器设置、刺激器设置、退出等项。使用光标移动键，激活放大器设置项，按实验内容设定放大器参数。在激活刺激器设置项，设置好刺激参数。然后返回到采集选项，采集实验信号。如要保存采集到的信号，要在生物信号处于最佳状态时，按下ESC键，使系统记录下采集的信号，然后存盘。实验完毕激活退出选项，返回到操作系统。

第三节 心电图机的使用

一、 概述 心电图机是专用于检测心脏的仪器。6511型心电图机是一种小型、轻便的心电图机，内部装有充电电池，可用于无交流电的地方，电池充足电时可连续纪录4小时。该机具有交流干扰滤波器、肌电滤波器。记录器采用位置反馈直线热笔描记结构。配有输入插口，可用于输入外接信号。输出插口用于连接示波器或其它仪器，可将心电信号输出。

二、面板各开关

的作用（见图6、图7）

（一）电源插座

用于连接220V 交流电源.

（二）

图6 心电图机侧面板

电源开关 与电源选择开关配合使用。

（三）接地螺丝 将心电图机接地。

(四)输出插口 可以连接示波器或其它仪器。

（五）输入插口

可输入外接信号。

（六）电源选择开关

和电源开关配合使用。

（七）LINE 交流电

源指示灯 使用交流供电时灯亮。

（八）BATTERY 电池电量指示灯 使用电池供电时灯亮。

图7心电图机面板

（九）CHARGE充电指示灯 灯闪表示正在充电，灯亮表示充电完毕。

（十）基线位置调节 调节描笔位置

（十一）纸速选择 分为两档（25mm/s 、50mm/s）。

（十二）FILTER滤波器选择 分为两种：交流干扰滤波和肌电干扰滤波，灯亮表示该滤波器正在工作。

（十三）灵敏度选择 调节心电图的描记幅度。

（十四）RESET键 在描记时有基线漂移、输入信号过大、突然发生交流干扰时，按下此键使描笔复位。

（十五）1mV定标键 描记1mV方波用于检查仪器的灵敏度和工作是否正常。

（十六）导联选择键 用于选择想记录的导联。

（十七）导联选择指示 灯亮的导联为正在记录的导联。

（十八）记录开关 分为停止、观察、走纸。在停止位置时，不走纸，描笔不工作，

但描笔处于予热状态。在观察位置时，不走纸，描笔处于予热状态，但是按下输入信

号有动作。在走纸位置时，描笔加热，描记波形，走纸。

三、使用方法

（一）按仪器要求装好记录纸，安好各导联电极。

（二）按下记录开关的走纸键，再按下1mV定标键，描记1mV方波。检察笔温是否适当，1mV方波是否在要求的幅度上。

（三）按下导联选择键，选择I导联，再按下观察键，观察有无异常。

（四）按下走纸键记录心电图，再按下导联选择键依次记录各导联心电图。

四、注意事项

（一）心电图机要接地线。

（二）电极之间不要相互接触，清洁皮肤涂上导电膏。

（三）导联线应正确连接对应的导联电极。

( 郑开俊 )

第三章　　动物实验的基本操作技术

第一节 实验动物的选择

常用的实验动物有兔、狗、猫、小鼠、大鼠、豚鼠、鸽子、蟾蜍青蛙等，个别实验需选用猴或猪。要获得理想的实验结果，必须选用健康状况良的动物。一段地说，健康的温血动物表现行动活泼，反应灵活，毛色光泽，两眼明亮，食欲良好等。健康的蟾蜍和青蛙，其皮肤湿润，喜爱活动。如果进行慢性实验，还应选择年轻健壮的动物。体弱年老的动物往往反应迟钝或过敏，对麻醉和手术耐受性差，术后也不容易恢复，这样会影响实验结果。要根据实验内容和要求选择合适的健康动物。现将．机能实验学教学中常用的实验动物用途简介如下；

（一）狗　经过训练的狗，可与人合作，很适用于慢性实验，特别适用于需要训练的清醒实验，如条件反射试验。狗的体型大，对手术的耐受性较强，常用作在其它许多小动物不宜进行的手术，如胃瘘、肠瘘、膀胱瘘、胆囊瘘和颈动脉桥等。还能用狗复制多种机能实验动物模型，如水肿、炎症、电介质紊乱、酸碱平衡障碍、缺氧、休克、心律失常、肺动脉高压、肝淤血、实验性腹水、肾性高血压等。进行临床前毒性试验时，狗也是常用的动物。

（二）家兔　目前我国实验用的家兔主要有①中国本兔，又称白家兔，毛色多为纯白，红眼睛，是我国长期培育的一种品种，成年兔，重1.5～3.5kg。②青紫兰兔（山羊青兔或金基拉兔），毛色银灰色，成年兔，体重2.5～3.5kg。③大耳白兔（日本耳白）毛色为纯白，红眼睛，两耳长大，血管清晰，便于静脉注射和采血，成年兔，体重4～6kg。

家兔性温顺，易饲养，繁殖率高，容易找到条件类似的对照组兔，而且价格低廉，在许多实验研究中可以代替狗进行各种实验和复制多种病理生理模型。例如①家兔常用来做直接记录血压、呼吸等急性实验。②在研究主动脉弓压力感受性反射时，常选用家兔，因为它的降压神经在颈部和迷走、交感神经分开行走而单成一束，便于研究降压神经与心血管活动的关系；如果选用狗或描，则因其降压神经与其它神经混合在一起走行在研究方法上就带来困难。③家兔心脏在离体情况下，搏动很久，是观察药物或有害因子对哺乳类动物心脏直接作用较合适的一种模型。④成年家兔可诱发排卵，可用来观察药物对排卵的影响。⑤离体兔耳、兔心的各种分析性研究，更为一般研究者所采用。③家兔对许多病毒和致病菌非常敏感，通过家兔的预先感染，可进行许多抗传染病药物的研究，也常用作研究发热、解热药和检查致热原。

（三）小白鼠　小白鼠是医学实验室最常用的一种动物。由于其繁殖力强，价格低廉，对实验动物同种、纯种、性别和年龄的要求，比较容易满足，生活条件也容易控制，因此应用极广。特别适用于需要大量动物的实验。如药物筛选、半数致死量、药物的效价比较等。

小白鼠对多种疾病有易感性，可以复制多种疾病模型，如血吸虫病、疟疾、流感、慢性气管炎、脑炎等。用人工接种或化学致癌治可以复制各种癌、肉瘤、白血病。

小白鼠对外界环境适应性差，不耐冷热，经不起饥饱，比较娇嫩。因此，做实验时动作要轻，要耐心细致，否则影响实验结果。

　（四）大白鼠　大白鼠性情不如此小白鼠温顺，易受凉，当其受惊时，表现凶恶，易咬人，雄鼠间好斗，如饲养管理不妥，常会发生互相咬伤。

在医学实验中，大白鼠不如小鼠、兔的用途广，但仍可用于多种实验和复制多种动物模型。特别是需要作较大体形的实验，如直接记录血压，或用大白鼠作胆管插管收集胆汁以及肺水肿等实验。也可作于研究休克、DIC时血液循环变化。大白鼠后肢可做肢体血管灌流实验，其心脏可做离体心脏实验。大白鼠的垂体－肾上腺功能很发达，常用作应急反应和肾上腺、垂体等内分泌功能实验；大白鼠的高级神经活动发达，因此，也广泛用于神经官能症的研究。

（五）豚鼠　豚鼠又名天竺鼠，荷兰猪。可分为短毛、长毛和刚毛三种。一般动物实验多用非纯种短毛豚鼠（三色两色或单色）豚鼠性情温顺，不抓、咬人，繁殖快，饲养管理要求低，对若干病原微生物较易感染，而且反应较一致，因此，也是实验中的常用动物之一。它可用于复制哮喘、组织胺过敏、结核病、白喉、螺旋体、百日咳、鼠疫等疾病研究。在过敏性疾病、免疫及血管反应等研究中应用较多。

（六）蟾蜍和青蛙　蟾蜍和青蛙是实验室常用的一种动物。特别在生理、药理实验中更为常用。蟾蜍、蛙的心脏在离体情况下仍可有节奏地搏动很久，所以常用来研究心脏的生理功能、药物对心脏的作用等。蟾蜍、蛙的腓长肌和坐骨神经可以用来观察外周神经的生理功能。药物对周围神经、横纹肌成神经肌肉接头的作用。

第二节 实验动物的编号

科学实验中为了观察每只动物、各组动物的变化情况，必须在实验前预先对动物进行随机分组和编号标记。对于比较大的动物如狗、兔等，可将号码烙在圆形或金属牌上，实验时将其固定于狗链条或兔耳上。对于家兔还可采用化学药品涂染被毛或采用兔耳打孔法。下面以机能实验室最常用动物为例，介绍大鼠和小鼠的编号标记方法。

大鼠和小鼠的编号一般都采用各种不同颜料涂擦被毛的方法来标记。常用的涂染化学品有：

涂染红色：0.5%中性红或品红溶液。涂染黄色：3～5%苦味酸溶液。涂染咖啡色:　2%硝酸银溶液。涂染黑色：煤焦油的酒精溶液。

最常用的是3～5%苦味酸溶液。用毛笔或棉签蘸取此溶液，在动物固定的不同部位涂上苦味酸黄色斑点，来表示不同号码。一般习惯涂染在左前腿上为1，腰部为2，在左后腿上为3，在头部为4，在正中为5，在尾基部为6，在右前腿为7，在右侧腰部为8，在右侧后腿上为9，不涂染鼠为10（图3－1）。如果实验时动物编号超过10，而在20～30以内，则可在原有标记基础上，在鼠的头、背、尾任选～处涂上苦味酸

黄色斑点作为10、20、30的标记。标记要有记录，做到实验者心中有数，以免时间长忘记。如果需编号动物太多，也可采用在上述动物同一部位上，再涂染另一种涂染剂（如0.5%中性红或品红溶液）斑点，表示相应的十位数，如在左前腿标记红色和黄色斑点，这就表示为11，如果红色标记在左前腿上，而黄色标记在左腰部，这就是 12，以此类推。

小白鼠还可采用剪耳法来标记号码，即在耳朵不同部位剪一小孔来表示一定的号码。此外小白鼠尚可采用足指剪断法来标记号码。

第三节 药物浓度与剂量的计算

在需要为动物给药的时候，经常会遇到两个问题：①给予多大剂量？②应配成何种浓度的药液，终于多少毫升？现简要叙述如下。

（一）给药剂量的确定　药物对于某种动物的适当剂量来自实践经验，不能凭空推算。要解决这个问题，首先应该查阅该药的有关文献，了解前人的经验。如能查到同一目的，给相同种类动物用药的剂量，那就可以直接应用。有时候查不到治疗剂量，但若知道LD₅₀，也可先用l／5～1/3的LD₅₀量来进行试验。

如果查不到待试动物的剂量，但知道其它动物的剂量或人用剂量，这就需要加以换算。关于不同种类动物间用药齐量的换算，一般按单位体重所占体表面积的比值来进行换算，如表3-1。

例　某一利尿药，大白鼠灌胃给药时的剂量为250mg/kg。请粗略估计狗灌胃给药时的剂量。如按表3.2“人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值表”进行计算，12kg 狗的体表面积为200克大白鼠的17.8倍。200克大白鼠需给250×0.2=50mg，于是狗的适当剂量应是＝74mg/kg。

　　上述不同种类动物间剂量的换算法只能提供一个粗略的参考值。究竟是否恰当，只有通过实验才能了解。

（二）药物浓度与给药剂量的计算

1. 药物浓度的表示方法　一定容积的溶液中所含溶质的量称为溶液浓度。常用的浓度表示方法有如下几种：

(1) 百分浓度　每100ml（或100g）溶液中所含溶质的克数或毫升教，用%表示。例如，25％戊巴比妥钠溶液，即指100ml溶液中有戊巴比妥钠25克。公式：　

百分浓度（%）＝

(2) 比例浓度　药典中常见的比例浓度符号为1：X，即指1g固体或1ml液体溶质加溶剂配成Xml的溶液，叫做比例浓度。如不特别指定溶剂种类时，都是以蒸馏水为溶剂。

例如，重碳酸钠 15 g配成300ml溶液，它的比例浓度是：

比例浓度＝1:1:20

表3-1 人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值表

	小白鼠 (20g)	大鼠(200g)	豚鼠(400g)	家兔(1.5kg)	猫 (2.0kg)	猴 (4.0kg)	狗 (12kg)	人 (70kg)
小白鼠 (20g)	1.0	7.0	12.25	27.8	2.97	64.1	124.2	367.9
大鼠(200g)	0.14	1.0	1.74	3.9	4.2	9.2	17.8	56.0
豚鼠(400g)	0.08	0.57	1.0	2.25	2.4	5.2	4.2	31.5
家兔(1.5kg)	0.04	0.25	0.44	1.0	1.08	2.4	4.5	14.2
猫 (2.0kg)	0.03	0.23	0.41	0.92	1.0	2.2	4.1	13.0
猴 (4.0kg)	0.016	0,11	0.19	0.42	0.45	1.0	1.9	6.1
狗 (12kg)	0.008	0.06	0.1	0.22	0.23	0.52	1.0	3.1
人 (70kg)	0.0026	0.018	0.031	0.07	0.078	0.16	0.32	1.0

(3) 克分子浓度 以1L溶液中所含溶质的克分子数来表示溶液的浓度，叫做克分子浓度，用符号mol(M)表示。

例如：1L溶液中含有硫酸(H₂SO₄)49g，这就是0.5mol的硫酸溶液液。

公式：mol= 　

2. 给药剂量的计算　一般按mg/kg或g/kg体重计算。例如，体重20克的小白鼠按每kg体重注射15mg盐酸吗啡。如果吗啡浓度为0.1％，应注射多少ml？首先计算出20克的小白鼠注射盐酸吗啡的量为20/1000:X=1:15, X=0.3mg; 其次计算出0.3mg相当于0.1%的吗啡多少ml？0.1％即1mg/ml, 所以0.3mg相

当于0.3ml(1:1=0.3:X)。　　

第四节 动物的捉拿和固定方法

动物的捉拿和固定方法是进行动物实验的基本操作之一，实验者应当熟练掌握。首先应对动物的一般习性有所了解，采用相应温顺的方迅速将其固定在便于实验操作和观察记录的体位。下面介绍几种常用动物的拿方法。　

（一）狗的捉拿和固定

狗性凶猛，能咬人。捆绑固定至少由2～3人进行，实验者先对其抚摸，逐步接近动物，勿使其惊恐或激怒。用粗棉绳兜住狗的下颌，并在上颌打结（勿太紧）。操作时，绳头相距应稍远些，并注意狗的动向，以防被狗咬伤，最后在狗耳根后颈项上打一个活结。如狗不合作，则先用一根特制长柄狗头夹，从后面夹住狗颈，限制狗头部活动，再按上述方法捆住狗嘴。然后将狗侧卧，一人固定其肢体，由另一人注射麻醉药。

（二）猫的捉拿和固定　猫捕捉持时应戴手套，以防止被其抓伤。先将猫关入特制玻璃容器中，投入乙醚棉团快速麻醉，取出后趁其未醒立即固定。

（三）家兔的捉拿和固定 正确捉拿方法是：一手抓住颈背部皮肤，轻轻提起，另一手托其臀部，使兔呈坐位姿势，切忌提拿双耳（图3-2）。按实验要求，家兔常用免盒固定（图3-3）或兔台固定（图3-4）。兔盒固定，适用于耳血管注射、取血或观察耳部血管变化等。兔台固定，适于观察血压、呼吸和进行预、胸、腹部手术。 　　

（四）大鼠的捉拿和固定　大鼠在惊恐或激怒时会咬人，捉拿时须注意。无经验者可戴防护手套，并应动作轻柔，切忌粗暴或用钳子夹持。实验者可手捉住鼠尾，将鼠放在鼠爪能抓牢的物体表面，并稍向后拉鼠尾，鼠本能地向前爬行。此时实验者左手掌面向鼠背，食指压住鼠头顶，拇指和中指分别从两侧腋下插入，将鼠两前肢卡住，或攒紧鼠后颈及后背皮肤，使其腹面向上，作腹腔注射麻醉（图3-5），然后固定。可用金属筒或铁丝笼式固定器固定，露出尾部，作尾静脉注射。若鼠固定取仰卧位，可用细棉绳缚住动物的两只上门牙，再固定于解剖台端头的小钉上。四肢均用有活扣的棉绳缚住，并固定在解剖台两侧的台柱上（两前肢不需交叉固定）。取俯卧位时，可用U型扣夹住动物的颈部，四肢用棉绳绑在解剖合两侧。

（五）小白鼠的捉拿和固定 小白鼠较大白鼠温和，也需提防被其咬伤手指。捉拿时可先用右手抓住并提起鼠尾，置于鼠笼或实验台，用左手的拇指和食指抓住小鼠两耳后项背部皮肤，将鼠作置于左手心中，拉直后肢，以无名指及小指按住鼠尾部即可（图3-6）。

（六）豚鼠的捉拿与固定 先用手掌迅速扣住其背部，抓住其肩胛上方，将手张开，用手指握住颈部或握住身体的四周，再拿起来。怀孕或体重较大的豚鼠，应以另一只手托住其臀部。豚鼠的固定方法基本同大白鼠。

（七）蛙的捉拿和固定　左手握蛙，使其头部前倾，用右手食指触摸枕骨大孔位置，即可用探针刺入，破坏脑脊髓（观察神经系统反应时不应该破坏脊髓）。然后按实验需要，采取消卧位或卧位用大头针固定在娃板上。

（八）实验后动物的处理 急性实验结束后，除有些实验根据需要取出有关脏器组织作组织学分析和解剖学观察外，一般应将动物及时处死。实验中应用剧毒药品或有害物质的动物应作特殊处理，如深埋等，以免发生意外。最常用的处死方法是向动物的静脉或心脏内注入空气，使其发生气栓；或结扎气管，造成窒息。此外，也可根据不同实验采用大动脉放血，停止人工呼吸（开胸动物）或切断脑干（己暴露脑的动物）等。慢性实验动物手术后应注意护理，密切观察，并预防创口感染。待动物恢复健康后，再作进一步实验观察。

第五节 动物的麻醉方法

在急、慢性实验中，施行手术前必须对动物进行麻醉，使动物在手术或实验中减少疼痛，保持安静，以利实验顺利进行。麻醉药的种类较多，作用原理也各有不同，它们除能抑制中枢神经系统外，还可引起其它生理机能的变化。理想的麻醉药应具备下列三个条件：第一，麻醉完善，实验过程中动物无挣扎、动弹或鸣叫现象，麻醉时间大致满足实验要求：第二，对动物的毒性及所观察的指标影响最小；第三，使用方便。需根据动物的种类和实验手术的要求加以选择。麻醉必须适度，过浅、或过深都会影响手术或实验的进程和结果。

（一）几种常用的麻醉药及其用法

1. 氨基甲酸乙酯（乌拉坦，Urethane）常用于兔、狗、猫、蛙等动物。本药易溶于水，使用时可配成20％～25％的溶液。优点：价廉，使用简便，一次给药可维持4～5h，且麻醉过程较平稳，动物无明显挣扎现象。缺点：苏醒慢，麻醉深度和使用剂量较难掌握。

2. 巴比妥类　①戊己比妥钠 最为常用。本品为白色粉末，用时配成3％～5%的溶液静脉或腹腔注射。作用发生快，持续时间3～5h。配制方法：戊巴比妥钠3～5g加入95%酒精10ml，加温助溶（不可煮沸）后，再加入0.9%氯化钠溶液至100ml。静脉注射时，前1／3剂量可快速注射，以快速度过兴奋期；后2／3剂量则应缓慢注射，并密切观察动物的肌肉紧张状态、呼吸频率和深度及角膜反射。动物麻醉后，常因麻醉药的作用以及肌肉松弛和皮肤血管扩张，而致使体温缓慢下降，所以应设法保温。②硫喷妥钠，为浅黄色粉末，其水溶液不稳定，故需临时配制成2.5％～5％溶液作静脉注射。一次给药可维持 0.5～l h。实验时间较长时可重复给药，维持量为原剂量的 1/10～1/5。

3. 氯醛糖乌拉坦混合麻醉剂 常用于中枢实验，如大脑皮层诱发电位等。配制时取氯醛糖 1g、乌拉坦10g，分别用少量0.9％氯化钠溶液加温助溶后再混合，然后加以0. 9％氯化溶液至100ml。氯醛糖加温过高可降低药效。

4. 吗啡 中枢抑制作用很强，尤其是对呼吸和心血管中枢。呼吸和循环实验最好不用。慢性实验进行手术时，常用吗啡作为基础麻醉（2～4mg／kg，静脉注射）,然后再加乙醚。吗啡止痛效力很强，有利于维持动物术后的安静，猫、兔及鼠等小动物不直使用吗啡。

5. 乙醚 呼吸性麻醉药，可用于各种动物，尤其是时间短的手术或实验。吸入后10～20min开始发挥作用。用于狗时，提前半小时皮下注射吗啡（7～10mg／kg）和阿托品（0.1～0.3mg/kg），吗啡可镇静止痛，阿托品可对抗乙醚刺激呼吸道分泌粘液的作用。然后将狗嘴扎紧，以防麻醉初期动物兴奋时骚动咬人。按动物大小选用合适的麻醉口罩，放入浸润乙醚的纱布。一人将狗按倒，用膝盖和两手固定动物的髋部和四肢。麻醉者一手握住下颔以固定头部（注意防止窒息），另一手将口罩套在狗嘴上。动物吸入乙醚后，常先有一个兴奋期，开始挣扎，同时呼吸变得不规则，甚至暂停。应立即移开口罩，待动物呼吸恢复后，再继续吸入乙醚。 度过兴奋期后，麻醉将逐渐加深，动物呼吸也趋平稳，肌张力逐渐降低，瞳孔缩小。如角膜反射消失，则表示麻醉已比较深，应立即解除狗嘴上的绑绳，开始手术。给猫麻醉时，应将猫罩入特制的玻璃罩中，再将浸乙醇的纱布放入罩内。麻醉时间不可过长，以免缺氧。给兔麻醉时，亦可用口罩法。术中维持麻醉可经口罩（或气管插管）补充乙醚。

乙醚麻醉的优点：麻醉深度易掌握，较安全；术后动物苏醒较快。缺点：需专人照管；麻醉初期有兴奋加强现象；乙醚可强烈刺激呼吸道，促使粘液分泌增加，易阻塞呼吸道而发生窒息。常用麻醉药剂量和给药途径见附录表-5。

（二）麻醉药使用注意事项

1. 麻醉药在注射前应加温至体温水平，并检查有无混浊成沉淀，药物配制时间过久不宜应用。

2. 静脉麻醉时，速度应当缓慢并密切注意麻醉深度。最佳麻醉深度的指标是：皮肤夹捏反应消失，头颈及四肢肌肉松弛，动物卧倒，呼吸深慢而平稳，瞳孔缩小，角膜反射明显迟钝或消失。

3. 麻醉过浅时，动物出现挣扎、呼吸急促及鸣叫等反应。此时可补充麻醉药，但一次补充注射剂量不宜超过总量的 1/5，待动物安静和肢体放松后可继续实验。

4. 麻醉过量时，动物可出现呼吸深慢、不规则，甚至呼吸停止、血压下降、心跳微弱或停止。应根据不同情况分别处理：呼吸极慢而不规则，但血压或脉搏仍属正常时，可给予人工呼吸和苏醒剂；呼吸停止，血压下降，舌头开始由红变紫，但仍有心跳时，应进行人工呼吸直至呼吸恢复，同时静脉注射适量温热的50％葡萄糖、l:10000肾上腺素及苏醒剂。常用苏醒剂有：咖啡因（lmg/kg）、可拉明(2～5mg／kg)、山梗菜碱（0.3～1mg/kg）等。麻醉中还应注意有无分泌物阻塞呼吸道，如有则应及时吸出或作气管切开行插管术,以保证呼吸通畅。

第六节 动物被毛的去除方法

动物的被毛常能影响实验操作和结果的观察，因此实验中常需去除或剪短动物的被毛。除毛的方法有剪毛、拔毛和脱毛三种。

剪毛：固定动物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。剪毛时要把剪刀贴近皮肤，不能用手提起被毛，以免剪破皮肤。

拔毛：给兔耳缘静脉注射、取血时；给大、小白鼠作尾静脉注射时，均应将局部被毛拔除，以利操作。

脱毛：脱毛系指用化学药品脱去动物的被毛，适用于无菌手术野的准备以及观察动物局部皮肤血液循环和病理变化。常用脱毛剂配方有：

1. 硫化钠3g，肥皂粉1g，淀粉7g，加水适量调成糊状。

2. 淀粉7g，糖4g，甘油 5g，硼砂 1g，加水75ml。

3. 硫化钠8g，溶于100ml水中。

以上脱毛剂配方运用于家兔、大白鼠和小白鼠等小动物的脱毛。

（林秀珍）

七、动物的给药途径和方法

动物的给药途径和方法多种多样，现选择常用的几种介绍如下；

（一）给药注射

1. 皮下注射 对大鼠、小鼠作皮下注射时，最好两人合作。一人左手抓住鼠的头部，右手抓住鼠尾，另一人持注射器（选用5号或6号针头）将针头刺入背部皮下。小鼠皮下注射的药量一般为0.05～0.25 ml/10g。对于身体特别大的大白鼠，可先以布巾包裹其身（露出口、鼻），然后再进行操作。

2. 肌肉注射 肌肉注射应选肌肉发达的部位， 一般多选臀部。注射时一次迅速刺入肌肉，回抽针栓若无回血，即可进行注射。

3. 腹腔注射 用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头从左（右）下腹部刺入皮肤，并以45°角穿过腹肌，固定针头，缓慢注入药液（图：3-7），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹，若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线旁开1cm处。

4. 静脉注射

（1）兔 将家免置免盒内，拔去耳壳外缘的毛，用酒精棉球涂擦皮肤，或用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈。用左手的拇指和中指捏住兔耳尖，食指垫入兔耳注射处的下面，右手持注射器，从耳尖附近处将针头刺入血管。如见到针头确在血管内，即以手指使针头和兔耳固定，将药液推入（图3-8）。如推注时有阻力，且兔耳局部变白，表明针头不在血管内，应拨出针头重新注入。

（2）大白鼠和小白鼠 将鼠置于特制的固定筒内或扣于烧杯中内，使尾巴露出，用酒精或二甲苯棉球涂擦尾部，也可将鼠尾在50º热水中浸泡半分钟，使血管扩张。用左手拉住尾尖，选择扩张明显的血管，右手持注射器（选用 4号针头），将针头刺入尾静脉，推入药液（尾静脉有三根，左右两侧及背部各一根，左右两侧尾静脉较固定，多采用）。

（3） 狗 常用的注射部位是后肢小隐静脉（图3-9）和前肢内侧皮下头静脉（图 3- 10）。注射前由助手将动物侧卧，剪去注射部位的被毛，用胶皮带扎紧（或用手抓紧）静脉近瑞，使血管充盈，从静脉的远端将注射针头平行刺入血管，待有回血后，松开绑带（或两手）缓缓注入药液。　

（4）蛙（或）蟾蜍 将蛙或蟾蜍脑脊髓破坏后，仰卧固定于蛙板上，沿腹中线稍左剪开腹肌，可见到腹静脉贴着腹

壁肌下行，将注射针头沿血管平行方向刺入即可（图3-11）。

5.淋巴囊注射 蛙和蟾蜍的皮下有数个淋巴囊，其中以胸淋巴囊常作给药途径。注射时以左手握住动物，右手持注射器将针头刺入口腔，然后穿过下领肌层入胸淋巴囊内注入药液（图3-12）。一次最大注射量为1ml。

（二）经口给药 在急性实验中，经口给药多用灌胃法，此法剂量准确，适用于家兔、小白鼠、大白鼠等动物。

1.兔　用导尿管配以一个木制开口器。灌胃时，需两人协作进行，一人取坐位，将兔体夹于两腿之间，左手紧握双耳，固定头部，右手抓住前肢。另一人将开口器横贯于免口中，并将兔舌压在开口器之下，再将导尿管从开口器中部的小孔慢慢沿上腭插入食道16～2 0cm（图3-13）。将导尿管外口放入一杯水中，如无气泡，表示导尿管已插入胃中，然后将药液慢慢注入。最后可注入少量空气，使导尿管中残存药液全部灌入胃中。灌毕慢慢将导管抽出，取下开口器。一次最大投药量3ml。小白鼠 用左手仰持小白鼠使其头部充分

伸直，但不宜抓得过紧，以免窒息。右手持灌胃器，自口角插入口腔，再从舌背面紧沿腭进入食道，注入药液（图3-14）。如动物有呕吐或剧烈挣扎，表示针头未进入食道内，必须拔出重插，否则若将药液误注入肺脏，会造成动物死亡。一次最大投药量为1ml。大白鼠 大白鼠的灌胃法基本上与小白鼠相同（图3-15）。一次最大投药量2-3ml。

机能实验学中常用动物一次灌胃的最大容积如表3-2。

表3-2 常用动物一次灌胃的最大容积

动物种类	体重(g)	最大容积(ml)	动物种类	体重(g)	最大容积(ml)
小鼠	>30	1.0	豚鼠	>300	6.0
	25-30	0.8		250-300	4-5
	20-24	0.5	家兔	>3500	200
大鼠	>300	8.0		2500-3500	150
	250-300	6.0		2000-2400	100
	200-250	4-5	猫	>3000	100-150
	100-200	3.0		2500-3000	50-80
			狗	10000-15000	200-500

八、急性动物实验的基本操作技术

（一）切口和止血 对兔、描、狗等动物切开皮肤前必须剪毛。剪毛用弯头剪毛剪或粗剪刀，不可用组织剪及眼科剪。剪毛范围应大于切口长度；为避免剪伤皮肤，可一手将皮肤绷平，另一手持剪刀平贴于皮肤逆着毛的朝向剪毛；剪下的毛应及时放入盛水的杯中浸湿，以免到处飞扬。施行皮肤切口前，要选定切口部位和范围，必要时做出标志。切口的大小根据实验要求而定。切皮时，手术者一手的拇指和食指绷紧皮肤，另一手持手术刀，以适当力度一次切开皮肤和皮下组织，直至肌层；几把皮钳夹住皮肤切口边缘暴露手术野，以利进一步分离、结扎等操作，在手术过程中应保持手术野清晰，防止血肉模糊有碍手术操作和实验观察。因此应注意避免损伤血管，如有出血要及时止血。止血的方法有：①组织渗血，可用温热盐水纱布压迫、明胶海棉覆盖或电凝等方法；②较大血管出血，应用止血钳夹住出血点及其周围少许组织，结扎止血；③骨组织出血，先擦干创面，再及时用骨蜡填充堵塞止血；④肌肉的血管丰富，肌组织出血时要与肌组织一同结扎。为避免肌组织出血，在分离肌肉时，若肌纤维走向与切口一致，应钝性分离；若肌纤维

走向与切口不一致，则应采取两端结扎、中间切断的方法。干纱布只用于吸血和压迫止血，不可用来揩擦组织，以免组织损伤和刚形成的血凝块脱落。

（二）神经和血管的分离 神经和血管都是易损伤的组织，在分离过程中要细心。轻柔，以免损伤其结构与功能。切不可用有齿镊子进行剥离，也不可用止血钳或镊子夹持。分离时，掌握先神经后血管、先细后粗的原则。分离较大的神经和血管时，应先用蚊式止血钳将其周围的结统组织稍加分离，然后用大小适宜的止血钳沿分离处插入，顺神经或血管的走向逐步扩大，直至将神经血管分离出来。在分离细小的神经和小血管时，要用眼科级子或玻璃分钟小心操作，须特别注意保持局部的自然解剖位置，不要把结构关系搞乱。如需切断血管分支，应采用两端结扎中间剪断的方法。分离完毕后，在神经或血管的下方穿以浸透生理盐水的丝线，供提起或结扎之用。然后，盖上一块盐水纱布，防止组织干燥；或在创口内满加适量温石蜡油（37℃左右），使神经浸泡其中。

（三）气管插管术　在哺乳动物急性实验中，为保证呼吸道通畅，一般均需做气管插管术。狗、兔、猫、大白鼠等所用的气管网开术方法相同。其操作步骤为：使动物背卧位固定于手术台上，剪去颈前区被毛，于喉头下方作正中切口（长短因动物大小而异，兔一般为5cm左右，狗可稍长）。用止血钳分高度下组织，再沿正中纵向钝性分离左右侧胸骨舌骨肌，暴露气管。分离气管两侧及其与食管之间的结缔组织，游离气管并在其下方穿一较粗的丝线。于甲状软骨下万2～3cm处作一“┻”形切口，横切口长度约为气管直径的1／3。然后向下推入气管插管，用事先在气管后方穿好的棉线在切口稍下方做一结扎，再将结扎线固定于“Y“形气管插管一侧分支处，以防插管滑脱图3-16）。如气管内有较多分泌物或血液，应先清除，再行插管。插管后如动物突然出现呼吸急促，常提示气道不畅，应及时进行处理。

（四）血管插管术　为进行动、静脉血压观察、以及抽取血样或经静脉给药等操作，须进行血管插管术。动脉插管常取颈总动脉、股动脉。静脉插管常取股静脉、踝静脉。

l．颈总动脉插管术　颈前区剪毛，正中切开皮肤约8cm，分离皮下组织，钝性分离肌肉，在气管两侧找到颈总动脉鞘。小心分开鞘膜，分离颈总动脉，在其下方穿两根丝线。于颈总动脉远心端结扎，并在结扎线下方2cm处用动脉央夹住动脉的近心端。用眼科剪在尽可能靠近远心端结扎处剪一45°斜口，占管径的一半，然后将充满盐水的动脉插管向心脏方向插入血管（如动脉未肝素化，动脉插管则应充以肝素盐水）。用另一丝线将血管扎紧在插入血管的插管尖的细颈部分，以防滑脱（图3-16）。插管的另一端连于血压换能器或水银检压计，检查检

压系统，确保无漏水及气泡存在。应注意保持插管与动脉的方向一致，防止插管尖刺破血管。小心松开动脉央，即可见血液冲入动脉插管，开动记录仪进行描记。

2．股静脉插管术　于腹股沟处沿血管走向作一4～5cm切口，用止血钳分离肌肉和深筋膜，暴露出股神经和血管。一 般股静脉在内侧，股动脉在外侧（图3-17）。股静脉壁薄易损，用止血钳小心分高股静脉，以免出血。静脉插管与动脉插管相似，但不需用动脉夹。

（五）开颅术　在研究中枢神经系统的功能时（如大脑皮层诱发电位、皮层机能定位等），往往需打开颅骨，安置或埋藏各种电极、导管。颅骨开口及位置大小视实验需要而定。现以兔为例介绍开颅方法；动物麻醉后行气管插管术，固定兔于脑立体定位仪上。剪去头顶部的毛，沿矢状线切开头皮，分高度下组织及肌肉，钝性分离骨膜，暴露前囱，人字维和矢状缝。确定开颅位置，在其中中心钻一小孔。调好颅骨钻头的钻进深度（兔一般为2～3cm），将钻头中心轴插入小孔，垂直向下压并旋转钻头。钻至内髓板对有突破感，此时应减轻力度，缓缓钻进，以免损伤硬脑膜及脑组织，当旋转至有明显突破感时则可打开颅骨。如需扩大颅骨开口，可用咬骨钳一点点咬除，不能大决撕扯，以免出血难止。咬除矢状静脉窦处的颅骨时尤须小心。一般应保留前囟、人字缝等骨性标志。如需剪除硬脑膜，可用弯针尖接续挑起，用眼科剪小心剪开，勿损伤皮层小血管。

九、常用动物的取血方法

（一）家兔

1. 心脏取血　将家兔仰卧固定，在第三助间胸骨缘外3mm将注射针头垂直刺心脏。穿刺时最好用左手触诊心跳，当注射针头接近心脏时，就会感觉到心脏的跳动，当针头正确地刺到心脏时，兔血会自然进人注射器。如针头已进入心脏但抽不出血时，应将针头稍微后退一点。注意在胸腔内针头不应左右摆动，以免伤及心、肺。一次可取血20-25ml。

2. 耳缘静脉取血　操作同耳线静脉注射法，待耳缘静脉充盈后，在靠耳尖部的血管，用5针头刺破血管，血液即由破口流出。

3. 中央动脉取血　用手揉擦兔耳或用灯泡烤一下兔耳，待中央动脉充血后，在靠耳尖中央动脉分校处，用一锋利的小刀，轻轻切一小口，把血管切破，血液即由破口处流出，这种方式一次可取较多的血液。

4. 股静脉、颈静脉取血　取血前先作股静脉和颈静脉暴露分离术。作股静脉踝血时，用连有6号针头的注射器，从股静脉下端向心方向刺入血管，徐徐抽动针栓即可取血。从颈外静脉取血时，从颈外静脉近心端向头侧端刺入血管即可取血，一次可取10ml以上。

（二）小白鼠和大白鼠

1. 尾静脉取血　将鼠装入固定盒内，露出尾部，用40-50℃温水浸泡或用二甲苯擦拭鼠尾，使血管扩张，然后剪去尾尖，尾静脉血即可流出，用手轻轻从尾根部挤几下，可以取到数滴血。如需反复取血，每次剪去很小一段鼠尾，取血后用棉球压迫止血，并用6％液体火棉胶涂于伤口外，保护伤口，也可采用交替切割静脉取血，每次以锋利刀片切破一根静脉。

2. 球后静脉丛取血　此法适用于小动物取血，穿刺部位是眼球和眼眶后界之间的球后静脉丛。用一根直径l-1.5mm，长2-3cm的玻璃毛细管，用前将毛细管没入1％肝素溶液，取出干燥后持用。左手捏住动物两耳间的头皮，轻轻向下压迫颈部两侧，以阻断静脉回流，使眼球外突。右手持毛细管，从内眦部插入，使毛细管与眶壁平行向喉头方向推进，深约4-5mm，即可到达球后静脉丛，血液自行流入管内。小白鼠一次可采0.2ml，大白鼠一次可采0.5ml，需要时可连续采血多次。

3. 断头取血　实验者带上手套，左手牢牢抓住动物，头部固定，右手持中国剪在鼠颈部迅速将头剪掉，当鼠头剪掉后，实验者立即将鼠颈向下，提起动物，鼠血即可从颈部很快流入试管内。

小白鼠和大白鼠还可采用心脏内取血、颈静脉取血，但技术要求较高。

（三）狗和猫的取血方法　狗和猫的取血多采用静脉穿刺法，也可采用心脏内取血。

十、实验动物的处死方法

急性动物实验结束后常需处死动物。另外，因采取脏器、组织等特殊需要也常处死动物。处死的方法据动物的不同而有所区别。

鼠类常采用：

（一）脊椎脱臼法　右手抓住鼠尾用力向后拉，同时左手拇指、食指用力向下按住鼠头，将脊髓与脑髓拉断，鼠即死亡。

（二）断头法　用剪刀或断头台将鼠头剪断，由于脑脊髓离断且大量出血，动物很快死亡。

（三）击打法　提起鼠尾，用力棒击头部，或用小木锤用力打击头部，鼠痉挛立即死亡。

狗、兔等大动物常采用空气栓塞法、放血法、窒息法处死。此外尚可用电击心脏、过量麻醉药、注入可致死的化学药物等方法处死动物。

　　　　　　　　　　　　　　　　　　（林秀珍）